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GPD2基因敲减对肺癌细胞H1299生物学功能的影响

梁中波 嵇迎春 朱萌 李曦颖 黄礼年

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GPD2基因敲减对肺癌细胞H1299生物学功能的影响

    作者简介: 梁中波(1982-), 男, 硕士研究生, 主治医师
    通讯作者: 黄礼年, bbmchln@126.com
  • 基金项目:

    安徽省自然科学基金项目 1708085MH210

  • 中图分类号: R734.2

Effect of GPD2 gene knockdown by shRNA on the biological function of lung cancer cells H1299

    Corresponding author: HUANG Li-nian, bbmchln@126.com
  • CLC number: R734.2

  • 摘要: 目的沉默甘油-3-磷酸脱氢酶2(GPD2)基因表达,验证对肺癌细胞增殖、凋亡、侵袭等生物功能及行为学的影响。方法构建GPD2基因的RNA干扰慢病毒载体(shGPD2)和对应的对照载体(shCtrl),并感染H1299细胞,实时荧光定量(PCR)检测GPD2基因在癌细胞中的mRNA变化情况,Western blotting检测GPD2基因在癌细胞中蛋白质变化情况,验证敲减效率;CCK8法检测细胞的增殖情况,流式细胞术检测细胞凋亡情况;Transwell实验检测细胞侵袭情况。结果成功构建慢病毒干扰载体shGPD2并感染H1299细胞,mRNA及蛋白质含量均减少,其敲减效率达到73.5%(P < 0.05);GPD2基因敲减后的H1299细胞增殖明显减缓,细胞凋亡显著增多,细胞侵袭能力明显下降(P < 0.01)。结论GPD2基因敲减能够有效抑制肺癌细胞H1299的增殖。
  • 图 1  慢病毒干扰载体感染H1299细胞72h后GFP表达情况

    图 2  Westem Boting检测GPD2基因在2组细胞中蛋白质量的变化

    图 3  shGPD2组与对shCtr组调亡图片

    图 4  shCuH组与shGPD2组在侵袭小室内72h后转移的细胞数

    表 1  CCK8法检测连续5 d 2组细胞的OD450值比较(x±s)

    分组 第1天 第2天 第3天 第4天 第5天
    shCtr组 0.141±0.001 0.287±0.008 0.543±0.010 0.743±0.002 0.871±0.005
    shGPD2组 0.132±0.003 0.181±0.004 0.251±0.007 0.321±0.008 0.372±0.007
    t 15.59 15.44 74.47 112.25 96.95
    P < 0.01 < 0.01 < 0.01 < 0.01 < 0.01
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  • [1] BRAY F, FERLAY J, SOERJOMATARAM I, et al.Global cancer statistics 2018:GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries[J].CA Cancer J Clin, 2018, 689(6):394.
    [2] CHEN W, SUN K, ZHENG R, et al.Cancer incidence and mortality in China, 2014[J].Chin J Cancer Res, 2018, 30(1):1. doi: 10.21147/j.issn.1000-9604.2018.01.01
    [3] GRIDELLI C, ROSSI A, CARBONE DP, et al.Non-small-cell lung cancer[J].Nat Rev Dis Primers, 2015, 1(1):15009. doi: 10.1038/nrdp.2015.9
    [4] SHARMA P, ALLISON JP.Immune checkpoint targeting in cancer therapy:toward combination strategies with curative potential[J].Cell, 2015, 161(2):205.
    [5] 石远凯, 孙燕, 于金明, 等.中国晚期原发性肺癌诊治专家共识(2016年版)[J].中国肺癌杂志, 2016, 19(1):1.
    [6] ZINGONE A, BROWN D, BOWMAN ED, et al.Relationship between anti-depressant use and lung cancer survival[J].Cancer Treatment Res Communicat, 2017, 10(1):33.
    [7] SOLOMON BJ, MOK T, KIM DW, et al.First-line crizotinib versus chemotherapy in ALK-positive lung cancer[J].New England J Med, 2014, 371(23):2167. doi: 10.1056/NEJMoa1408440
    [8] JANNE PA, YANG JCH, KIM DW, et al.AZD9291 in EGFR inhibitor-resistant non-small-cell lung cancer[J].New England J Med, 2015, 372(18):1689. doi: 10.1056/NEJMoa1411817
    [9] RIZVI NA, MAZIERES J, PLANCHARD D, et al.Activity and safety of nivolumab, an anti-PD-1 immune checkpoint inhibitor, for patients with advanced, refractory squamous non-small-cell lung cancer (CheckMate 063):a phase 2, single-arm trial[J].Lancet Oncol, 2015, 16(3):257. doi: 10.1016/S1470-2045(15)70054-9
    [10] 李雪飞.肺部肿瘤分子生物学[M]//周彩存.肺部肿瘤学.北京: 北京科学出版社, 2016: 64.
    [11] KLINGENBERG M.Localization of the glycerol-phosphate dehydrogenase in the outer phase of the mitochondrial inner membrane[J].Eur J Biochem, 1970, 13(2):247. doi: 10.1111/j.1432-1033.1970.tb00924.x
    [12] BROWN LJ, STOFFEL M, MORAN SM, et al.Structural organization and mapping of the human mitochondrial glycerol phosphate dehydrogenase-encoding gene and pseudogene[J].Gene, 1996, 172(2):309. doi: 10.1016/0378-1119(96)00019-4
    [13] PERON FG, HAKSAR A, LIN M, et al.Studies on respiration and 11 beta-hydroxylation of deoxycorticosterone in mitochondria and intact cells isolated from the Snell adrenocortical carcinoma 494[J].Cancer Res, 1974, 34(10):2711.
    [14] MACDONALD MJ, WARNER TF.High activity of mitochondrial glycerol phosphate dehydrogenase in insulinomas and carcinoid and other tumors of the amine precursor uptake decarboxylation system[J].Cancer Res, 1990, 50(22):7203.
    [15] CHOWDHURY SK, GEMIN A.High activity of mitochondrial glycerophosphate dehydrogenase and glycerophosphate-dependent ROS production in prostate cancer cell lines[J].Biochem Biophys Res Commun, 2005, 333(4):1139. doi: 10.1016/j.bbrc.2005.06.017
    [16] CHOWDHURY SK, RAHA S, TARNOPOLSKY MA.Increased expression of mitochondrial glycerophosphate dehydrogenase and antioxidant enzymes in prostate cancer cell[J].Free Radic Res, 2007, 41(10):1116. doi: 10.1080/10715760701579314
    [17] THAKUR S, DALEY B, GASKINS K, et al.Metformin targets mitochondrial glycerophosphate dehydrogenase to control rate of oxidative phosphorylation and growth of thyroid cancer and[J].Clin Cancer Res, 2018, 24(16):4030. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-17-3167
    [18] SINGH G.Mitochondrial FAD-linked glycerol-3-phosphate dehydrogenase:a target for cancer therapeutics[J].Pharmaceuticals (Basel), 2014, 7(2):192. doi: 10.3390/ph7020192
  • [1] 张林朱勇仲宁吴广洲沈振亚施舜缤 . 人AURKA基因RNA干扰慢病毒载体的构建及其对A549细胞增殖的影响. 蚌埠医学院学报, 2016, 41(11): 1417-1421. doi: 10.13898/j.cnki.issn.1000-2200.2016.11.005
    [2] 王露李见翟玮玮李玉云 . 人凋亡相关因子基因RNA干扰慢病毒载体的构建与包装. 蚌埠医学院学报, 2015, 40(1): 7-10. doi: 10.13898/j.cnki.issn.1000-2200.2015.01.003
    [3] 张惠洁刘卉芳张晓娜陈凤玲 . 人骨生成诱导因子基因慢病毒载体构建及在人主动脉平滑肌细胞中稳定过表达. 蚌埠医学院学报, 2012, 36(11): 1273-1276.
    [4] 陈昌杰章菊杨清玲 . 靶向TrKA基因的SiRNA干扰对乳腺癌细胞生长的影响. 蚌埠医学院学报, 2008, 33(6): 677-680.
    [5] 李见王露李玉云 . 重组表达人IDO基因慢病毒载体的构建及鉴定. 蚌埠医学院学报, 2014, 39(7): 841-845.
    [6] 吕清东孙晓青 . 大鼠FasL基因重组慢病毒载体介导大鼠肾脏转染的实验研究. 蚌埠医学院学报, 2012, 36(3): 252-253.
    [7] 芮艳胡丹凤黄礼年 . 达肝素钠抑制人肺腺癌细胞增殖作用的实验观察. 蚌埠医学院学报, 2014, 38(3): 284-287.
    [8] 贾兴胜刘会春张军 . RNA干扰对胆囊癌细胞上皮细胞黏附因子表达的影响. 蚌埠医学院学报, 2010, 35(9): 872-876.
    [9] 李三红刘会春周少波金浩 . RNA干扰Heparanase基因表达对胆囊癌侵袭性影响的体外研究. 蚌埠医学院学报, 2011, 36(12): 1289-1292,1295.
    [10] 黎允诗张舒婷周少虎张战锋 . 丙型肝炎病毒NS4B对YAP转录、表达、磷酸化及细胞内分布的影响. 蚌埠医学院学报, 2022, 47(5): 566-569. doi: 10.13898/j.cnki.issn.1000-2200.2022.05.002
    [11] 张洪波张红雁王宏梅罗文广陈龙华 . 抑制肝癌HepG2细胞N-Ras基因表达对放射敏感性的影响. 蚌埠医学院学报, 2010, 35(9): 889-892.
    [12] 干惠珠张桂珍张凤春卜丽莎杨绍娟高申郑德明 . 靶向mdr1基因shRNA真核表达载体的构建及鉴定. 蚌埠医学院学报, 2007, 32(4): 384-387.
    [13] 陈超陈妙雯王敏谭曼曼刘浩赵素容 . 3-溴丙酮酸对耐顺铂鼻咽癌细胞增殖及凋亡的影响. 蚌埠医学院学报, 2017, 42(11): 1442-1445. doi: 10.13898/j.cnki.issn.1000-2200.2017.11.004
    [14] 刘黎明张永胡俊峰c-myc RNA干扰增强肺腺癌细胞对吉西他滨的敏感性. 蚌埠医学院学报, 2009, 34(9): 765-768.
    [15] 唐晓燕章菊夏俊陈俊霞崔秀云 . 核糖核酸酶抑制因子与人乳腺癌细胞恶性增殖的相关性研究. 蚌埠医学院学报, 2008, 33(6): 731-735.
    [16] 胡洋贾崴崴柳星光王立威王晓亭 . circBACH1靶向miR-4500调控口腔鳞状细胞癌HSC3细胞增殖、迁移及侵袭的分子机制研究. 蚌埠医学院学报, 2023, 48(11): 1499-1504. doi: 10.13898/j.cnki.issn.1000-2200.2023.11.004
    [17] 唐晓燕夏俊张克昌陈俊霞崔秀云 . 转染人核糖核酸酶抑制因子对乳腺癌细胞增殖的抑制作用. 蚌埠医学院学报, 2009, 34(1): 5-8.
    [18] 李坤张晶 . miR-367通过靶向调控TET2对子宫内膜癌细胞增殖、迁移及侵袭的影响. 蚌埠医学院学报, 2022, 47(5): 580-584. doi: 10.13898/j.cnki.issn.1000-2200.2022.05.005
    [19] 王慧吴俊英 . 靶向4-1BBL基因siRNA抑制HL-60B细胞生长的体外研究. 蚌埠医学院学报, 2010, 35(8): 757-761.
    [20] 蔡瑶高涌余朝文 . 过表达Periostin蛋白对内皮前体细胞功能影响的实验研究. 蚌埠医学院学报, 2019, 44(1): 1-5. doi: 10.13898/j.cnki.issn.1000-2200.2019.01.001
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出版历程
  • 收稿日期:  2019-01-04
  • 录用日期:  2020-06-12
  • 刊出日期:  2020-07-15

GPD2基因敲减对肺癌细胞H1299生物学功能的影响

    通讯作者: 黄礼年, bbmchln@126.com
    作者简介: 梁中波(1982-), 男, 硕士研究生, 主治医师
  • 蚌埠医学院第一附属医院 呼吸与危重症医学科, 安徽 蚌埠 233004
基金项目:  安徽省自然科学基金项目 1708085MH210

摘要: 目的沉默甘油-3-磷酸脱氢酶2(GPD2)基因表达,验证对肺癌细胞增殖、凋亡、侵袭等生物功能及行为学的影响。方法构建GPD2基因的RNA干扰慢病毒载体(shGPD2)和对应的对照载体(shCtrl),并感染H1299细胞,实时荧光定量(PCR)检测GPD2基因在癌细胞中的mRNA变化情况,Western blotting检测GPD2基因在癌细胞中蛋白质变化情况,验证敲减效率;CCK8法检测细胞的增殖情况,流式细胞术检测细胞凋亡情况;Transwell实验检测细胞侵袭情况。结果成功构建慢病毒干扰载体shGPD2并感染H1299细胞,mRNA及蛋白质含量均减少,其敲减效率达到73.5%(P < 0.05);GPD2基因敲减后的H1299细胞增殖明显减缓,细胞凋亡显著增多,细胞侵袭能力明显下降(P < 0.01)。结论GPD2基因敲减能够有效抑制肺癌细胞H1299的增殖。

English Abstract

  • 肺癌是最常见的癌症之一,也是癌症发病率和死亡率的主要原因,预计2018年全球将有210万新发肺癌病例(占癌症总发病率为11.6%),180万人死亡(占癌症总死亡率18.4%)[1]。我国最新数据[2]显示,肺癌也是占癌症发病率和死亡率的第一位,分别为20.0%和27.3%。主要分为小细胞肺癌与非小细胞肺癌,后者约占85%[3-4]。近些年晚期肺癌的治疗进展迅速,治疗选择显著增多[5]。但肺癌标准化年龄的5年生存率为16.1%[2]。主要原因是超过50%肺癌病人在诊断时就已经是晚期[6]。且其病因十分复杂,发病机制未完全清楚,大部分的肺癌病人疗效欠佳且容易复发[7-9]。因此我们要提高对肺癌发生的分子机制的研究和理解,寻找潜在新的标志物和有效的分子治疗靶点,为临床早期诊断和治疗提供帮助。

    甘油-3-磷酸脱氢酶2[glycerol-3-phosphate dehydrogenase 2,GPD2]是产生线粒体活性氧(ROS)的主要来源,ROS能促进肿瘤的进展。本实验通过RNA干扰技术沉默GPD2表达,转染肺癌细胞,检测细胞增殖、细胞凋亡的变化以及细胞侵袭能力变化的情况,分析GPD2基因敲减后对肺癌细胞生物功能学的影响。

    • 人非小细胞肺癌细胞株H1299购于中科院上海生化所细胞库,培养条件10%FBS +90%RPMI1640+1%PS,于37℃、5%CO2及饱和湿度条件下培养传代,取对数生长期细胞进行实验。

    • 慢病毒干扰载体及空载对照载体shCtrl的构建、包装及测序均由上海软拓生物负责。GPD2序列:H-GPD2-S CTTCATGAG CGT GCC AAC CTG,H-GPD2-A AAG GTT CAT CCG TGC ATC GTT;内参基因序列:H-GAPDH-S TGA CTT CAA CAG CGA CAC CCA, H-GAPDH-A CAC CCT GTT GCT GTA GCC AAA。

    • 0.25%胰酶(Gibco公司),RPMI1640(Gibco公司),FBS(Hyclone公司),Trizol(Life technologies公司),M-MLV (Promega公司),dNTPs(Promega公司),Oligo dT (上海生工),Bulge-LoopTM miRNA(广州锐博),Rnase酶抑制剂(promega公司),SYBR Master Mixture(TAKARA公司),BCA Protein assay Kit(碧云天),RIPA裂解液(碧云天, 上海鼎国生物技术有限公司),NP-40裂解液(上海鼎国生物技术有限公司),预染型蛋白标记、ECL-Plus/Kit(Thermo公司),CCK8(35001公司),PI(Sigma公司),RNase A(Fermentas公司),凋亡试剂盒(AAT公司),结晶紫(生工生物工程股份有限公司),4%多聚甲醛(国药集团化学试剂有限公司),Transwell试剂盒、侵袭试剂盒(Corning公司)。

    • 将处于对数生长期的H1299细胞胰酶消化, 完全培养基制成1×105个/毫升细胞悬液,以1×105个/孔接种于6孔板,第2天进行慢病毒感染;分别将shGPD2组和shCtrl组病毒加入对应的3个孔中,观察感染后细胞状态,6 h后添加血清,培养24 h后更换为常规培养基,72 h后荧光显微镜观察GFP的表达情况。

    • 使用TRIzol试剂分离H1299细胞株的总RNA, 使用Nanodrop分光光度计(2000/2000C,Thermo)测定RNA样品的浓度和纯度,逆转录获得总cDNA。使用SYBR Master Mixture (TAKARA),在Realtime PCR仪(MX3000p,Agilent)进行实时逆转录PCR(检测GPD2基因在慢病毒载体感染细胞株后的表达时,GADPH为内参基因)。反应条件:预变性95 ℃ 3 min 1个循环;变性95 ℃ 15 s 40个循环, 在60 ℃下退火和延伸15 s)。使用2-ΔΔCt方法,ΔΔCt=(Ct目的基因-Ct内参基因) shGPD2组-(Ct目的基因-Ct内参基因) shCtrl组。每孔设置6个平行样本,每组实验重复3次。

    • 用RIPA细胞裂解液+PMSF裂解处于对数生长期的shGPD2组和shCtrl组细胞,BCA Protein assay Kit(碧云天)测定蛋白浓度,100 ℃变性5 min后10%SDS-PAGE电泳分离总蛋白(蛋白上样量:12 μg),并将其转移到PVDF膜上。使用封闭液(含5%脱脂牛奶的TBST溶液)室温封闭膜1 h,并与一抗Rabbit Antibody-GPD2 1:800,一抗Mouse Antibody-GAPDH 1:45 000,室温孵育2 h,TBST充分冲洗过后,使用二抗Goat Antibody-Mouse IgG 1:3 000孵育1.5 h,TBST充分冲洗过后,用ECL法结合X线片显影。使用GAPDH作蛋白内参对照,计算GPD2 /GAPDH比值,以此表示GPD2表达水平,每孔设置6个平行样本,每组实验重复3次。

    • 收集慢病毒干扰载体感染后生长状态良好的shGPD2组和shCtrl组细胞,胰酶消化后, 完全培养基制成细胞悬液并计数(1×106个/毫升),铺5张96孔板,每孔100 μL分别接种于96孔板的对应孔中,每组接种3个复孔;测之前每孔加入10 μL CCK-8溶液,培养2 h后,酶标仪测定450 nm处的吸光值,连续测5 d, 计算细胞增殖倍数。

    • 慢病毒干扰载体感染后第3天传代,第5天检测,取5×105个/孔的shGPD2组和shCtrl组细胞分别接种于6孔板中,每组设3个复孔,待细胞融合度达85%时,胰酶消化后用完全培养基制成细胞悬液,与上清细胞收集于同一15 mL离心管中,离心洗涤后,重悬细胞沉淀,加入10 μL Annexin V-APC染色,室温避光10~15 min,再上机检测并分析。实验重复3次。

    • 从-20 ℃冰箱中取出含Matrigel基质胶的侵袭试剂盒(Corning),取6个小室(每组3个)置于24孔板中,无菌操作台内放置使其恢复到室温,上、下小室各加500 μL无血清培养基,37 ℃培养箱中放置2 h使Matrigel基质胶再水化。将处于对数生长期的shGPD2组和shCtrl组细胞胰酶消化后,含0.2%BSA的1640培养基重悬成细胞悬液并计数(1×105个/孔),小心除去上室中培养基并加入100 μL待测细胞悬液,下室内加入600 μL 20% FBS培养基,37 ℃培养箱培养72 h,小心地去除上膜表面上的细胞,4%多聚甲醛进行固定30 min,滤膜下表面用0.1%结晶紫染色30 min,最后显微镜拍照镜检并计算滤膜下表面的细胞数。3次独立测定后取其平均值。

    • 从-20 ℃冰箱取出Transwell试剂盒(Corning公司),取6小室(每组3个)置于24孔板中,上室加100 μL含无血清培养基,37 ℃培养箱中放置1 h,将处于对数生长期的shGPD2组和shCtrl组细胞胰酶消化后,含0.2%BSA的1640培养基重悬成细胞悬液并计数(1×105个/孔),小心除去上室中培养基并加入100 μL细胞悬液,下室内加入600 μL 20% FBS培养基。37 ℃培养箱培养48 h,小心去除上膜表面上的细胞,4%多聚甲醛固定30 min,滤膜下表面用0.1%结晶紫染色30 min,最后显微镜拍照镜检并计算滤膜下表面的细胞数。每个Transwell小室,随机选取视野,拍100×照片3张,计数,进行数据分析。

    • 采用t检验。

    • 结果显示,相比于shCtrl组,shGPD2组的细胞明显减少,细胞感染效率达到80%以上,细胞状态正常(见图 1)。

      图  1  慢病毒干扰载体感染H1299细胞72h后GFP表达情况

    • qPCR检测H1299细胞在成功感染慢病毒干扰载体后GPD2的mRNA表达情况,shCtrl组与shGPD2组细胞中GPD2基因表达丰度分别为1.000±0.036、0.265±0.011,差异有统计学意义(t=30.35,P < 0.05),相比于shCtrl组,shGPD2组H1299细胞中GPD2基因的mRNA表达量明显受到抑制,慢病毒敲减效率达到73.5%。Western blotting检测H1299细胞在成功感染慢病毒干扰载体后GPD2的蛋白质量的变化,相比于shCtrl组,shGPD2组H1299细胞的GPD2的蛋白含量减少(见图 2)。

      图  2  Westem Boting检测GPD2基因在2组细胞中蛋白质量的变化

    • shGPD2组具有增殖活力的数目明显低于shCtrl组(P < 0.01)(见表 1),相比于shCtrl组,shGPD2组细胞增殖明显减缓。

      分组 第1天 第2天 第3天 第4天 第5天
      shCtr组 0.141±0.001 0.287±0.008 0.543±0.010 0.743±0.002 0.871±0.005
      shGPD2组 0.132±0.003 0.181±0.004 0.251±0.007 0.321±0.008 0.372±0.007
      t 15.59 15.44 74.47 112.25 96.95
      P < 0.01 < 0.01 < 0.01 < 0.01 < 0.01

      表 1  CCK8法检测连续5 d 2组细胞的OD450值比较(x±s)

    • 慢病毒转染H1299细胞5 d后,用AnnexinV-APC单染法流式细胞术检测细胞凋亡,shCtrl组与shGPD2组的凋亡率分别为(4.6±1.1)%、(14.6±1.42)%(t=8.60, P < 0.01)。相比shCtrl组,shGPD2组凋亡数增多(见图 3)。

      图  3  shGPD2组与对shCtr组调亡图片

    • 用含Matrigel基质胶的Transwell小室检测2组细胞的侵袭能力,穿过Matrigel基质胶的shCtrl组与shGPD2组的细胞数分别为(216.00±12.74)、(68.00±21.86), 差异有统计学意义(t=16.02,P < 0.01),相比shCtrl组,shGPD2组侵袭转移率降低(见图 4)。

      图  4  shCuH组与shGPD2组在侵袭小室内72h后转移的细胞数

    • 肺癌的分子生物学基础非常复杂,具有遗传变异的多样性和异质性,这些基因变异通常会导致致癌信号或抑癌信号通路异常。肿瘤细胞的发生发展依赖于活化的癌基因,这些异常的分子信号也称为驱动基因,驱动基因失活可导致癌细胞凋亡[10]。近十余年来,随着肿瘤分子生物学的快速发展,肺癌的研究已经上升至分子水平,继而发现了更多新的肿瘤驱动基因。且根据不同的驱动基因变异的靶向治疗已经表现出很强的抑制肿瘤细胞增殖的活性,为肺癌病人的治疗提供了新的选择。

      GPD2是位于线粒体内膜外表面的核编码蛋白[11], 编码线粒体FAD连接的GPD, 它是一种保守且缓慢进化的基因。人类的GPD2基因,含有17个外显子,跨越约80 kb以上,定位于染色体2带q24.1,逆转录假基因位于17号染色体上[12]

      PERON等[13]研究发现在肾上腺肿瘤细胞中GPD2活性较高,提示其可能是促进肾上腺肿瘤细胞增殖的重要原因。MACDONALD等[14]研究了人不同肿瘤组织细胞中的GPD2表达量的变化,发现其在胰岛素瘤、类癌以及弥漫性神经内分泌系统肿瘤中的表达量升高。CHOWDHURY等[15]研究了GPD2在前列腺癌细胞中ROS产生的作用,显示GPD2丰度和活性在前列腺癌细胞中较高。前列腺癌细胞中GPD2的mRNA水平比较高[16]。GPD2是前列腺癌细胞中ROS产生电子泄漏的重要部位,GPD2的上调促进了ROS产生的增加,并可能导致癌症的进展[15-16]。GPD2作为甲状腺癌中潜在的二甲双胍靶点, 调节人甲状腺癌细胞的生长,二甲双胍的治疗与下调GPD2的表达有关,GPD2可作为甲状腺癌生长和代谢的新调节因子[17]。研究[18]表明,大部分肿瘤细胞高依赖糖酵解并产生大量的ROS。

      GPD2基因具有多种功能,在精神发育迟滞、非胰岛素依赖型糖尿病等多种疾病的研究方面,特别是在肿瘤发生发展的过程中有独特的作用,有可能为癌症的靶向治疗提供新选择。本研究结果也显示,在H1299细胞中沉默GPD2基因表达后,会导致细胞增殖能力降低,细胞凋亡增加,侵袭及迁移能力下降。GPD2基因敲减后能够有效抑制肺癌细胞株H1299的增殖。

      关于该基因全面的功能以及在促肿瘤增殖作用的机制尚不十分清楚,但GPD2基因可能是一个抗肿瘤研究的候选基因,对该基因的深入研究不仅有利于了解其全面功能,还能为深入研究GPD2导致肿瘤的分子病理学基础和针对性开发治疗肿瘤的新型药物提供研究资料和线索。

      但也有其局限性,GPD2酶具有多种功能(糖酵解、氧化磷酸化、脂肪酸代谢、ROS产生、促细胞衰老和其他活性等)以及在多种组织分布,任何针对GPD2基因的措施都可能导致正常细胞的意外结果,所以更需进一步研究。

参考文献 (18)

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